Narzędzia CRISPR korzystają z dwóch głównych elementów. Cząsteczka RNA wskazuje wybrany fragment DNA, a enzym tnie materiał m miejscu. Komórka naprawia przecięcie, co pozwala usunąć, wyłączyć albo zmienić gen.
Większość używanych enzymów CRISPR znaleziono wcześniej u bakterii lub innych mikroorganizmów. Naukowcy przystosowali je później do pracy w komórkach roślin, zwierząt i ludzi.
Nowe badanie opisuje inną drogę. Zespół Jennifer Doudny z Uniwersytetu Kalifornijskiego w Berkeley użył modelu AI do zaprojektowania enzymów, których sekwencje nie występują w znanych organizmach. Część z nich działała równie dobrze jak naturalny enzym użyty jako punkt odniesienia, a niektóre działały lepiej (1–3). iki opublikowano 16 lipca 2026 roku w czasopiśmie „Science” (1). Badacze pracowali z małym enzymem TnpB
Badanym białkiem był TnpB — mała nukleaza kierowana przez RNA. Jest ona związana z ruchomymi elementami DNA nazywanymi transpozonami i jest uznawana za ewolucyjnego przodka części enzymów CRISPR-Cas12.
TnpB ma około 400 aminokwasów. Wiele standardowych enzymów Cas zawiera ponad 1000 aminokwasów. Mały rozmiar może ułatwiać umieszczenie enzymu i jego RNA w nośniku dostarczającym materiał do komórek, na przykład w wirusie używanym podczas badań terapii genowych lub modyfikowania roślin (4, 5). miar nie rozwiązuje wszystkich problemów. Naturalne TnpB często słabo edytują DNA w komórkach człowieka i roślin. Enzym musi prawidłowo związać RNA, rozpoznać wybrany fragment DNA, zmienić kształt i wykonać cięcie. Nawet drobna zmiana sekwencji białka może uszkodzić jeden z tych etapów (2, 5). Model otrzymał strukturę białka
Zastosowano model odwrotnego fałdowania białek ESM-IF1, opracowany przez badaczy związanych wcześniej z Meta AI.
Zwykły model przewidywania struktury otrzymuje sekwencję aminokwasów i oblicza, jaki kształt może przyjąć białko. Model odwrotnego fałdowania działa w przeciwnym kierunku: otrzymuje plan przestrzennej budowy białka i proponuje sekwencje, które powinny przyjąć podobny kształt (2). a zgodność kształtu okazała się niewystarczająca. TnpB dotyka jednocześnie RNA oraz DNA. Model mógł zmieniać aminokwasy znajdujące się w miejscach potrzebnych do rozpoznawania obu cząsteczek.
Badacze dodali więc ograniczenia oparte na ewolucji. Porównali naturalne białka TnpB i wskazali pozycje, które przez długi czas pozostawały zachowane albo zmieniały się razem. Takie miejsca częściej odpowiadają za działanie enzymu lub utrzymywanie prawidłowej budowy.
Model mógł swobodniej zmieniać mniej wrażliwe części białka, a w ważnych miejscach miał ograniczony wybór. W ten sposób połączono informacje o kształcie, naturalnej ewolucji i możliwych nowych sekwencjach (1, 2). Około jedna czwarta zaprojektowanych białek działała
Komputerowa propozycja była początkiem eksperymentu. Naukowcy musieli zamienić każdą wybraną sekwencję na DNA, umieścić ją w komórkach i sprawdzić, czy powstające białko rzeczywiście przecina wskazany materiał genetyczny.
W całym projekcie przebadano około 2000 zaprojektowanych białek. W pierwszych testach laboratoryjnych prawie jedna czwarta wykazywała aktywność nukleazy (2). i odsetek ma znaczenie dla projektowania białek. Model nie ograniczył się do kilku zmian w naturalnym enzymie. Wytworzył wiele sekwencji różniących się od naturalnego TnpB na dużej liczbie pozycji, a część z nich nadal prawidłowo współpracowała z RNA i DNA.
Najlepiej działające warianty nazwano SynTnpB. Wybrane wersje przetestowano w:
– bakteriach,
– ludzkich komórkach hodowanych w laboratorium,
– komórkach roślinnych.
W każdej z tych grup znaleziono warianty o aktywności podobnej do naturalnego TnpB albo większej. Część zachowywała również porównywalną zdolność odróżniania właściwego celu od podobnych sekwencji DNA (1, 2). Większa aktywność nie pojawiała się w każdym miejscu DNA
Skuteczność enzymu zależy od wybranego fragmentu genomu. Wariant dobrze działający w jednym miejscu może być słabszy w innym.
Autorzy badali wiele celów i obserwowali różne wyniki. Nie powstał jeden enzym, który zawsze przewyższał naturalny TnpB. Powstała grupa nowych białek, spośród których część miała lepsze parametry przy określonych zadaniach (1–3). B rozpoznaje też krótki motyw znajdujący się obok docelowej sekwencji. Taki wymóg ogranicza liczbę miejsc genomu dostępnych do edycji. Zaprojektowane warianty nadal zachowywały typową preferencję TnpB dla określonego motywu, więc badanie nie usunęło tego ograniczenia.
W przyszłych projektach podobna metoda może posłużyć do zmiany zakresu rozpoznawanych sekwencji. Taka właściwość wymaga osobnego zaprojektowania i sprawdzenia.
Mikroskop pokazał, dlaczego jeden z wariantów działał
Dla jednego z bardziej odmiennych wariantów naukowcy ustalili trójwymiarową strukturę za pomocą mikroskopii krioelektronowej.
Była to pierwsza rozwiązana eksperymentalnie struktura działającej, zaprojektowanej przez AI nukleazy kierowanej RNA (2). ównanie z naturalnym TnpB wykazało nowe połączenia w miejscu, w którym białko styka się z RNA i DNA. Pojawiły się między innymi dodatkowe wiązania wodorowe oraz oddziaływania elektrostatyczne.
Mogły one stabilizować układ enzym–RNA–DNA i pomagać w utrzymaniu właściwej pozycji podczas cięcia. Model zaproponował więc zmiany, które nie stanowiły prostego kopiowania naturalnej sekwencji, lecz nadal tworzyły działającą maszynę molekularną (2, 3). AI nie zaprojektowała enzymu na podstawie jednego polecenia tekstowego
Proces wymagał kilku rodzajów danych oraz pracy wielu zespołów.
Badacze musieli:
– znać strukturę naturalnego TnpB,
– zebrać i porównać sekwencje spokrewnionych białek,
– ustalić miejsca wymagające ochrony przed zmianami,
– wygenerować dużą liczbę kandydatów,
– odrzucić sekwencje o małym prawdopodobieństwie działania,
– wyprodukować białka w laboratorium,
– sprawdzić ich aktywność i swoistość,
– zbadać strukturę najlepszego wariantu.
Model ograniczył liczbę możliwych rozwiązań i zaproponował sekwencje trudne do uzyskania przez ręczną zmianę pojedynczych aminokwasów. O działaniu każdego białka rozstrzygał eksperyment.
To kolejny etap projektowania enzymów CRISPR za pomocą AI
Nowe badanie nie jest pierwszym przypadkiem stworzenia działającego edytora genomu za pomocą modelu generatywnego.
W 2025 roku opisano OpenCRISPR-1, syntetyczny enzym podobny do Cas9. Model językowy wytrenowano na ponad milionie naturalnych układów CRISPR. Wybrany enzym działał w ludzkich komórkach z aktywnością porównywalną z powszechnie używanym SpCas9 i miał mniej cięć w badanych miejscach niepożądanych (6). cna praca stosuje inną metodę. Punktem wyjścia była trójwymiarowa struktura TnpB, a model otrzymał ograniczenia dotyczące konkretnych miejsc kontaktu z RNA i DNA. Badacze pokazali też eksperymentalną strukturę gotowego enzymu.
Wyniki obu projektów wskazują, że katalog narzędzi do edycji genomu może być rozszerzany przez projektowanie nowych sekwencji, zamiast opierać się wyłącznie na poszukiwaniu kolejnych białek w naturze (1, 2, 6). Mały enzym łatwiej zmieścić w nośniku
Jednym z problemów terapii genowych jest dostarczenie narzędzia do właściwych komórek. Popularne wektory AAV mają ograniczoną pojemność. Duże białko, RNA prowadzące i dodatkowe elementy sterujące mogą nie zmieścić się w jednej cząstce wirusa.
TnpB jest mniej niż o połowę mniejszy od części często stosowanych enzymów Cas. Zostawia więc więcej miejsca na RNA, regulatory albo dodatkowe elementy potrzebne do edycji (4, 5). y rozmiar jest przydatny także w roślinach. Wirusy roślinne mogą roznosić narzędzie do wielu tkanek, ale mają ograniczoną pojemność. Wcześniejsze badania pokazały już, że odpowiednio zmodyfikowane TnpB można dostarczać do roślin za pomocą wirusów i uzyskiwać zmiany dziedziczone przez kolejne pokolenie (5, 7). może pomóc projektować małe enzymy działające lepiej w konkretnym gatunku, temperaturze albo rodzaju komórek.
Zastosowania medyczne wymagają dalszych badań
Eksperymenty obejmowały komórki hodowane w laboratorium. Nie przeprowadzono leczenia zwierząt ani ludzi.
Przed zastosowaniem medycznym trzeba sprawdzić między innymi:
– wszystkie miejsca niepożądanego cięcia w genomie,
– działanie w różnych typach ludzkich komórek,
– reakcję układu odpornościowego na sztuczne białko,
– trwałość enzymu w organizmie,
– toksyczność dużych dawek,
– skuteczność dostarczenia do wybranej tkanki,
– rodzaj zmian powstających podczas naprawy przeciętego DNA.
Nukleaza wykonuje cięcie. Końcowy wynik zależy od mechanizmów naprawczych komórki. Naprawa może wyłączyć gen, ale może też wytworzyć różne krótkie insercje i delecje. Precyzyjne poprawienie mutacji wymaga dodatkowych składników albo połączenia enzymu z metodami edycji zasad i edycji pierwotnej.
Swoistość trzeba badać osobno dla każdego wariantu
Wysoka aktywność może zwiększać liczbę prawidłowych cięć, a zarazem podnosić ryzyko przecięcia podobnych sekwencji poza wybranym miejscem.
W badaniu część wariantów zachowała swoistość naturalnego enzymu. Profile niepożądanych cięć różniły się jednak pomiędzy zaprojektowanymi białkami. Wariant dobry pod względem aktywności nie musi automatycznie być najlepszy pod względem bezpieczeństwa.
Każdy kandydat do zastosowania medycznego będzie wymagał osobnych badań obejmujących cały genom, różne dawki i czas obecności enzymu w komórce.
Rolnictwo może być wcześniejszym polem zastosowania
Małe enzymy można dostarczać do roślin za pomocą nośników, które mają zbyt mało miejsca dla większych systemów Cas. Możliwe cele obejmują:
– odporność na choroby,
– tolerancję suszy i wysokiej temperatury,
– zmianę czasu dojrzewania,
– poprawę składu nasion i owoców,
– usuwanie genów ułatwiających zakażenie przez patogeny.
Przed użyciem potrzebne są doświadczenia sprawdzające dziedziczenie zmian, brak nieplanowanych edycji oraz wpływ na wzrost i plon. Wiele cech rolniczych zależy od kilku lub kilkudziesięciu genów, więc pojedyncze cięcie DNA nie wystarczy do ich uzyskania.
Najważniejszym wynikiem jest sposób projektowania
SynTnpB stanowi dowód, że można połączyć:
– znaną strukturę enzymu,
– informacje zapisane w jego ewolucji,
– generowanie nowych sekwencji przez AI,
– masowe testy laboratoryjne,
– badanie gotowej struktury.
Taki proces można zastosować do innych białek wiążących RNA i DNA. Model może w przyszłości proponować enzymy o określonym rozmiarze, temperaturze działania, szybkości, rozpoznawanym motywie lub zgodności z wybranym sposobem dostarczania.
Obecne badanie pokazało działające białka oraz metodę ich tworzenia. Droga do terapii lub odmiany rośliny obejmuje dalsze projektowanie, testowanie i ocenę skutków w całym organizmie.
CRISPR dało naukowcom możliwość wskazania miejsca w DNA, które ma zostać zmienione. Projektowanie białek za pomocą AI może zwiększyć liczbę dostępnych „nożyczek” i pozwolić dobierać je do konkretnych zadań.
Źródła:
- P. Skopintsev i in., „Structure and evolution-guided design of minimal RNA-guided nucleases”, Science 393, 313–318, 16 lipca 2026, DOI: 10.1126/science.aed6123. Innovative Genomics Institute, „AI-Assisted Technique Allows Scientists to Design New, Functional Genome Editors Beyond What Can Be Found in Nature”, 16 lipca 2026. Amanda Heidt, „CRISPR gets a power boost from AI-designed ‘molecular scissors’”, Nature, 16 lipca 2026, DOI: 10.1038/d41586-026-02217-w. R. Nakagawa i in., „Cryo-EM structure of the transposon-associated TnpB enzyme”, Nature 616, 390–397, 2023. Innovative Genomics Institute, „What are TnpBs? How Jumping Genes are Unlocking New Opportunities in Genome Editing”, 25 marca 2026. J.A. Ruffolo i in., „Design of highly functional genome editors by modelling CRISPR–Cas sequences”, Nature 645, 518–525, 2025, DOI: 10.1038/s41586-025-09298-z. T. Weiss i in., „Viral delivery of an RNA-guided genome editor for transgene-free plant genome editing”, Nature Plants, 2025.